Scheda di revisione: Gestion du circuit des prélèvements en biologie médicale

📋 Plan du Cours

1. Circuit des prélèvements
2. Phase pré-analytique
3. Prélèvement sanguin
4. Anticoagulants tubes
5. Bonnes pratiques prélèvement
6. Hémocultures
7. Conservation transport
8. Qualité et accréditation

📖 1. Circuit des prélèvements

🔑 Notions clés & Définitions

• Objectifs du circuit des prélèvements : Acheminer rapidement, assurer une prise en charge urgente, garantir un rendu fiable et rapide des résultats.
• Contraintes liées au circuit : Distance importante entre le lieu de prélèvement et le laboratoire, stabilité des paramètres biologiques, conditions particulières de transport (température, obscurité).
• Domaine concerné par le circuit : Biochimie, hématologie, hémostase, immuno-hématologie, bactériologie.
• Exemples de délais urgents : Ionogramme en 1h, numération globulaire en 30 min, recherche de paludisme en 2h, cyto-bactériologie du LCR en 2h.
• Objectif de fiabilité : Rendre des résultats dans un délai compatible avec la prise en charge médicale, en respectant notamment le temps de centrifugation, passage de contrôles, etc.
• Exigences du transport : Utilisation du système pneumatique pour la rapidité, conditions particulières selon la stabilité des paramètres (ex : température, obscurité).

📝 Points essentiels

• Le circuit doit permettre un acheminement rapide pour certains paramètres critiques, notamment en cas d’urgence (ex : ionogramme, numération globulaire).
• La distance du laboratoire impose souvent l’usage du système pneumatique, mais ses limites doivent être prises en compte.
• La stabilité des paramètres biologiques est essentielle : certains analytes nécessitent des conditions spécifiques de transport (ex : à 4°C, à 37°C, à l’obscurité).
• La fiabilité des résultats dépend aussi du respect des délais d’acheminement, notamment pour les examens sensibles comme la gazométrie ou la glycémie.
• La gestion du circuit concerne tous les domaines de la biologie médicale, avec des délais spécifiques pour chaque examen (ex : 1h pour ionogramme, 30 min pour numération).
• La prise en charge rapide et fiable doit concilier contraintes logistiques et conditions de transport pour préserver la stabilité des analytes.
• La réglementation impose une traçabilité et un contrôle qualité pour assurer la conformité du circuit.

💡 À retenir

Le circuit des prélèvements doit garantir un acheminement rapide et sécurisé pour assurer la fiabilité et la rapidité des résultats, en tenant compte des contraintes logistiques et de la stabilité des paramètres biologiques.

📖 2. Phase pré-analytique

🔑 Notions clés & Définitions

• Phase pré-analytique : Ensemble des étapes précédant la réalisation de l’analyse, comprenant la validation de la prescription, le prélèvement, la conservation, le transport, la réception, et la préparation de l’échantillon (voir aussi "validation de la prescription" et "préparation de l’échantillon").
• Importance de la phase pré-analytique : Représente 60% des erreurs en biologie médicale, impactant la fiabilité des résultats (voir aussi "erreurs liées à cette étape").
• Liquides biologiques concernés : Plasma, sérum, sang total veineux ou artériel, urines, liquides divers (céphalo-rachidien, pleural, péritonéal, etc.), ponctions (abcès, kyste, moelle osseuse…) (voir aussi "différence entre prélèvement et plasma").
• Prélèvement vs. plasma recueilli sur anticoagulant : Le prélèvement est l’acte de prélever le liquide, tandis que le plasma est obtenu par coagulation contrôlée avec anticoagulants comme EDTA, citrate ou héparine, permettant de doser certains paramètres (voir aussi "coagulation nécessaire à l’obtention de sérum").
• Rôle de la phase pré-analytique : Garantir la fiabilité des résultats en évitant les erreurs pré-analytique, notamment par le respect des conditions de prélèvement, conservation et transport (voir aussi "impact sur la fiabilité").

📝 Points essentiels

• La phase pré-analytique inclut la validation de la prescription, qui doit reposer sur des éléments cliniques pertinents, et la revue par le biologiste pour certains paramètres (ex : sérologies, PCR).
• Elle comprend aussi le prélèvement, la conservation, le transport, la réception, et la préparation de l’échantillon, étape critique puisque 60% des erreurs en biologie médicale y sont liées.
• La fiabilité des résultats dépend fortement du respect des conditions de prélèvement : ordre des tubes, volume, agitation, désinfection, et respect des délais de transport.
• Différents liquides biologiques sont concernés, leur nature influençant la méthode de prélèvement et de conservation.
• La différence entre prélèvement et plasma recueilli sur anticoagulant est essentielle : le prélèvement est l’acte, le plasma est le produit final après coagulation ou anticoagulation.
• La phase pré-analytique joue un rôle crucial dans la qualité finale des résultats, et toute erreur peut entraîner des faux négatifs ou positifs, voire des résultats non interprétables.

💡 À retenir

La phase pré-analytique est la étape la plus critique en biologie médicale, représentant 60% des erreurs, et son respect est essentiel pour garantir la fiabilité et la qualité des résultats.

📖 3. Prélèvement sanguin

🔑 Notions clés & Définitions

• Techniques de prélèvement : méthodes pour obtenir du sang, incluant la ponction franche au pli du coude, l’utilisation d’ailettes ou micro-aiguilles, visant à minimiser les risques d’hémolyse et de coagulation (voir "Bonnes pratiques de prélèvement").
• Ordre de prélèvement des tubes : séquence spécifique pour éviter la contamination inter-tube, par exemple, EDTA avant vert ou héparine avant bleu, afin d’éviter des interférences sur certains paramètres (voir "Bonnes pratiques de prélèvement").
• Vérification de l’identité du patient : étape essentielle pour garantir la traçabilité et la fiabilité des résultats, en vérifiant l’étiquette et l’identité avant le prélèvement (voir "Bonnes pratiques de prélèvement").
• Temps de garrot : durée limitée à moins d’1 minute pour éviter l’hémolyse et la modification des analytes, en limitant la stase veineuse (voir "Bonnes pratiques de prélèvement").
• Particularités pour groupe sanguin : double prélèvement effectué à des moments différents par deux personnes différentes pour assurer la fiabilité des résultats en vue d’une transfusion (voir "Particularités pour groupe sanguin").
• Précautions pour prélèvements microbiologiques : désinfection locale rigoureuse du site de prélèvement pour éviter la contamination par flore cutanée, notamment pour ECBU et hémocultures (voir "Précautions spécifiques pour prélèvements microbiologiques").

📝 Points essentiels

• La technique de ponction franche au pli du coude est privilégiée pour réduire les risques d’hémolyse et de coagulation.
• L’ordre de prélèvement doit respecter un protocole précis pour éviter la contamination inter-tube : par exemple, l’EDTA (violet) doit être prélevé avant le tube vert (héparine) pour éviter l’interférence sur certains paramètres.
• La vérification de l’identité du patient doit être systématique, en évitant toute erreur pré-analytique.
• Le temps de pose du garrot doit être strictement limité à moins d’1 minute pour limiter l’hémolyse, qui peut fausser les résultats.
• Pour les groupes sanguins, deux prélèvements distincts réalisés à des moments différents par deux personnes différentes sont nécessaires pour garantir la fiabilité des résultats en vue d’une transfusion.
• La désinfection locale est impérative pour les prélèvements microbiologiques afin d’éviter la contamination par flore cutanée, notamment pour ECBU et hémocultures.

💡 À retenir

Le prélèvement sanguin doit suivre des techniques rigoureuses, notamment en respectant l’ordre des tubes, la vérification d’identité, et la durée du garrot, pour garantir la fiabilité et la sécurité des résultats analytiques.

📖 4. Anticoagulants tubes

🔑 Notions clés & Définitions

• EDTA (éthylène diamine tétraacétique) (date non précisée) : anticoagulant chélatant du calcium, utilisé principalement pour les hémogrammes, vitesse de sédimentation, groupes sanguins, biologie moléculaire. Il est contenu dans les tubes mauves ou violets. Il inhibe le calcium nécessaire à la coagulation, empêchant ainsi la formation de caillots.

• Citrate (très souvent trisodique) (date non précisée) : anticoagulant qui forme un complexe avec le calcium, utilisé pour les tests de coagulation. Présent dans les tubes bleus, il permet de conserver le sang en évitant la coagulation tout en étant compatible avec la majorité des dosages de coagulation.

• Héparine (dite d’ammonium, de lithium ou de sodium) (date non précisée) : anticoagulant qui active l’antithrombine III, inhibant la thrombine et le facteur Xa. Utilisé en biochimie, notamment dans les tubes verts ou verts pâles. Son choix dépend du type d’analyse à réaliser.

• Oxalate + fluorure (date non précisée) : anticoagulant qui inhibe la glycolyse par le fluorure de sodium, conservant la glucose. Présent dans les tubes gris. L’oxalate précipite le calcium, empêchant la coagulation.

• Norme NF EN 14820 (date non précisée) : norme relative aux additifs pour prélèvements sanguins, précisant l’utilisation, la fonction et la couleur des tubes en fonction de leur anticoagulant ou additif.

• Effet des anticoagulants sur dosages (date non précisée) : certains anticoagulants peuvent interférer avec certains paramètres, par exemple, l’EDTA inhibe le calcium, l’héparine peut interférer avec le dosage de lithium sur tube hépariné. Le choix de l’anticoagulant doit tenir compte du paramètre à doser.

📝 Points essentiels

• La couleur du bouchon du tube indique l’anticoagulant ou l’additif utilisé, conformément à la norme NF EN 14820, facilitant ainsi la sélection adaptée au test à réaliser.

• EDTA (violet) est privilégié pour les hémogrammes, la vitesse de sédimentation, et les groupes sanguins, car il ne modifie pas la majorité des paramètres biochimiques. Cependant, il inhibe le calcium, rendant impossible certains dosages liés à la coagulation.

• Citrate (bleu) est le choix standard pour les tests de coagulation, car il permet une bonne conservation des facteurs de coagulation tout en étant facilement réversible par ajout de calcium lors de l’analyse.

• Héparine (vert ou vert pâle) est adaptée pour la biochimie, notamment pour les dosages nécessitant une conservation rapide, mais peut interférer avec certains dosages comme ceux du calcium ou du lithium.

• Oxalate + fluorure (gris) est principalement utilisé pour doser la glycémie ou la lactatémie, en limitant la glycolyse, mais ne doit pas être utilisé pour d’autres analyses.

• Le choix de l’anticoagulant doit aussi considérer l’impact sur le paramètre dosé, notamment pour éviter les interférences, comme l’interdiction de doser le lithium sur tube hépariné ou le calcium sur tube EDTA.

• La norme NF EN 14820 encadre l’utilisation des additifs, garantissant leur compatibilité avec les analyses.

💡 À retenir

Le choix de l’anticoagulant dans le tube doit être adapté au paramètre à doser, en tenant compte de ses effets et interférences possibles, pour garantir la fiabilité des résultats.

📖 5. Bonnes pratiques prélèvement

🔑 Notions clés & Définitions

• Hygiène et sécurité lors du prélèvement : Ensemble des mesures visant à garantir la sécurité du patient et du personnel, notamment désinfection du site, port de gants, et respect des règles d’asepsie, pour éviter contamination et infections (voir section 3).
• Ne pas pré-étiqueter les tubes avant prélèvement : Règle essentielle pour éviter les erreurs d’identification, en insérant l’étiquette après la collecte, lorsque l’identité du patient est confirmée, afin de prévenir toute confusion (voir section 3).
• Respect des volumes de remplissage et agitation des tubes : Assurer que chaque tube est rempli selon les volumes recommandés pour garantir la fiabilité des résultats, et agiter doucement pour éviter la formation de caillots ou microcaillots, notamment pour les microtubes (voir section 3).
• Gestion des erreurs fréquentes : Identifier et prévenir les erreurs telles que prélèvement sur bras perfusé, temps de garrot trop long, ou transvasement tube à tube, qui peuvent compromettre la qualité de l’échantillon (voir section 3).
• Conseils pratiques pour le prélèvement : Incluent la politesse envers les techniciens, tapoter la seringue pour éliminer les bulles d’air lors du prélèvement de gaz du sang, et respecter l’ordre des tubes pour éviter les interférences analytiques (voir section 3).

📝 Points essentiels

• La sécurité et l’hygiène sont primordiales : désinfection du site, port de gants, et respect des règles d’asepsie pour éviter toute contamination ou infection.
• L’étiquetage doit être effectué après le prélèvement pour éviter toute erreur d’identification, en vérifiant l’identité du patient avant.
• Respecter strictement les volumes de remplissage des tubes, notamment pour les hémocultures et tubes citratés, pour garantir la fiabilité des résultats.
• L’agitation douce des tubes, surtout pour les microméthodes, évite la formation de caillots, ce qui pourrait fausser les analyses.
• La gestion des erreurs courantes, telles que prélèvement sur bras perfusé ou garrot trop long, permet de limiter les risques d’hémolyse ou de contamination, et d’assurer la qualité de l’échantillon.
• Lors du prélèvement de gaz du sang, tapoter la seringue pour éliminer les bulles d’air est essentiel pour éviter une hausse artificielle de la pO2, garantissant la précision du résultat.

💡 À retenir

Le respect strict des règles d’hygiène, de l’ordre des tubes, et des volumes de remplissage, associé à une gestion rigoureuse des erreurs, est la clé pour obtenir des prélèvements fiables et sécurisés en biologie médicale.

📖 6. Hémocultures

🔑 Notions clés & Définitions

• Volume recommandé pour hémocultures : 40-60 mL par épisode, réparti en 2-3 paires de flacons. Selon Petillon (2026), ce volume optimise la sensibilité diagnostique en augmentant la probabilité de détecter la bactériémie ou la fongémie.
• Sensibilité diagnostique : La capacité à détecter une infection bactérienne ou fongique, fortement liée au nombre de paires de flacons prélevés, comme le souligne Petillon (2026). Plus le volume et le nombre de paires augmentent, meilleure est la sensibilité (73,1 % avec 1 paire, 98,3 % avec 3 paires).
• Ordre de prélèvement des flacons : aérobies puis anaérobies, pour éviter la contamination croisée et respecter la croissance optimale des micro-organismes, conformément à Petillon (2026).
• Désinfection cutanée : obligatoire avec chlorhexidine alcoolique 2 %, pour réduire le risque de contamination par flore commensale, notamment lors du prélèvement d’hémocultures ou ECBU, comme précisé par Petillon (2026).
• Problèmes fréquents : flacons insuffisamment remplis (<5 mL), contamination par flore commensale (ex : Staphylococcus epidermidis), pouvant fausser le diagnostic, selon Petillon (2026).

📝 Points essentiels

• La performance du prélèvement d’hémoculture dépend principalement du volume de sang prélevé, idéalement 10 mL par flacon, pour un total de 40-60 mL par épisode, réparti en 2-3 paires (aérobie puis anaérobie). Petillon (2026) insiste sur cette importance pour augmenter la sensibilité, qui atteint 98,3 % avec 3 paires.
• La contamination par flore cutanée (ex : Corynebacterium, Staphylococcus epidermidis) représente un problème fréquent, pouvant entraîner des faux positifs. La désinfection locale est donc cruciale.
• La sensibilité diagnostique est également améliorée par la rapidité d’acheminement au laboratoire, idéalement en moins de 30 minutes pour les gaz du sang, et dans un délai court pour autres paramètres.
• L’ordre de prélèvement des flacons doit être strict : aérobies en premier, puis anaérobies, pour éviter la contamination croisée et respecter la croissance microbienne optimale.
• La préservation et le transport rapides, dans des conditions adaptées (glace ou 37°C selon l’analyse), sont essentielles pour éviter la dégradation ou la fausse négativité, notamment pour la cryoglobulinémie ou la glycémie.

💡 À retenir

Le volume et le nombre de paires de flacons, ainsi que le respect de l’ordre de prélèvement et des conditions de désinfection, sont déterminants pour la fiabilité du diagnostic d’hémoculture. La rapidité d’acheminement et la qualité du prélèvement sont essentielles pour optimiser la sensibilité.

📖 7. Conservation transport

🔑 Notions clés & Définitions

• Délais maximaux d’acheminement : temps limite pour transporter certains prélèvements afin de garantir la fiabilité des résultats, par exemple, gaz du sang <30 min, glycémie sur tube vert <2h, K+ <4h (voir circuit des prélèvements).
• Utilisation du système pneumatique : méthode de transport rapide utilisant un réseau de tubes sous pression pour acheminer rapidement les prélèvements au laboratoire, mais limitée par certains paramètres sensibles ou prélèvements précieux.
• Conditions particulières de conservation : modalités spécifiques pour préserver la stabilité des analytes, notamment température (glace, 37°C), obscurité pour vitamines photosensibles, et centrifugation à 37°C pour cryoglobulines.
• Cas de la cryoglobulinémie : prélèvement, transport et centrifugation à 37°C pour éviter la précipitation des immunoglobulines précipitant à température inférieure à 37°C, afin d’éviter les faux négatifs.
• Risques liés à une mauvaise conservation : dégradation ou faux négatifs des analytes, notamment si les délais ou conditions ne sont pas respectés, impactant la fiabilité des résultats.

📝 Points essentiels

• La rapidité d’acheminement est cruciale pour certains paramètres (ex : gaz du sang <30 min, glycémie <2h, K+ <4h).
• Le système pneumatique permet d’accélérer le transport, mais ses limites concernent la sensibilité de certains prélèvements (vitamines photosensibles, cryoglobulines).
• La conservation doit respecter des conditions spécifiques :
  • Glace pour analytes sensibles à la température, comme l’ammoniémie, l’acide urique, ou les corps cétoniques.
  • 37°C pour la cryoglobulinémie, en évitant la précipitation des immunoglobulines.
  • Obscurité pour vitamines A, B1, B6, E, afin d’éviter leur dégradation photo-sensible.
• La mauvaise conservation peut entraîner des faux négatifs ou la dégradation des analytes, compromettant la fiabilité du diagnostic.
• La centrifugation à 37°C pour cryoglobulines doit être réalisée dans un délai de 2h après prélèvement, pour éviter la précipitation prématurée.
• La traçabilité et le respect des délais sont essentiels pour garantir la qualité du prélèvement lors du transport.

💡 À retenir

Le respect des délais et des conditions de conservation spécifiques est essentiel pour assurer la fiabilité des résultats biologiques, notamment pour les analytes sensibles ou nécessitant une manipulation particulière, comme la cryoglobulinémie.

📖 8. Qualité et accréditation

🔑 Notions clés & Définitions

• Accréditation : Procédure selon laquelle un organisme faisant autorité fournit une reconnaissance formelle qu’une personne ou un organisme est compétent pour réaliser des tâches spécifiques (selon la réforme de 2010). Elle est délivrée par le comité français d’accréditation (Cofrac) dans la section santé humaine (SH).

• Norme NF EN ISO 15189 : Norme internationale applicable aux laboratoires de biologie médicale, qui définit les exigences de compétence technique, de gestion de la qualité et d’amélioration continue pour assurer la fiabilité des résultats.

• Rôle de l’accréditation : Garantir la compétence, la fiabilité et la conformité des laboratoires, en assurant leur reconnaissance officielle, leur conformité aux exigences réglementaires, et en favorisant l’amélioration continue.

• Manuel de prélèvements : Document de travail essentiel qui détaille les consignes de prélèvement, de conservation, de transport et de préparation des échantillons, visant à assurer la conformité pré-analytique et la qualité des résultats.

• Indicateurs qualité : Mesures quantitatives ou qualitatives permettant de suivre, évaluer et améliorer la qualité des processus et des résultats en laboratoire, notamment via des audits et formations continues.

• Gestion des non-conformités : Processus de détection, d’analyse et de correction des écarts majeurs ou mineurs lors de la réception des échantillons, afin de garantir la traçabilité, la fiabilité et l’amélioration continue de la qualité.

📝 Points essentiels

• Obligation d’accréditation : Depuis la réforme de 2010, un laboratoire de biologie médicale ne peut réaliser d’examen sans être accrédité (art. L. 6211-13). L’accréditation couvre toutes les phases, de la réception à l’analyse, conformément à la norme NF EN ISO 15189.

• Rôle de l’accréditation : Elle constitue une reconnaissance formelle de compétence, assurant la conformité aux exigences réglementaires et la fiabilité des résultats. Elle est délivrée par le Cofrac (Comité français d’accréditation).

• Manuel de prélèvements : Document clé pour la gestion pré-analytique, il rassemble les consignes de prélèvement, conservation, transport et préparation, permettant une amélioration continue via la traçabilité et la réduction des erreurs.

• Indicateurs qualité et audits : Leur suivi annuel permet d’évaluer la performance du laboratoire, d’identifier les non-conformités majeures (impact sur le résultat) ou mineures (sans impact), et de mettre en œuvre des actions correctives et de formation continue.

• Amélioration continue : Reposant sur la revue régulière des indicateurs, la réalisation d’audits, la formation continue des personnels, et la mise en œuvre de plans d’action pour optimiser la qualité et la fiabilité des résultats.

• Gestion des non-conformités : La traçabilité des écarts majeurs et mineurs lors de la réception des échantillons permet d’assurer la conformité, d’éviter les erreurs d’interprétation et de renforcer la fiabilité globale du processus.

💡 À retenir

L’accréditation, selon la norme NF EN ISO 15189, garantit la compétence et la fiabilité des laboratoires de biologie médicale, en s’appuyant sur un manuel de prélèvements, des indicateurs qualité, des audits et une gestion rigoureuse des non-conformités pour assurer une amélioration continue.

📅 Repères chronologiques

Date	Événement
Non spécifié	Mise en place du circuit des prélèvements en biologie médicale
Non spécifié	Introduction des tubes avec anticoagulants (EDTA, citrate, héparine)
Non spécifié	Adoption des bonnes pratiques pour prélèvement sanguin
Non spécifié	Réglementation sur la traçabilité et la qualité en biologie médicale

📊 Tableaux de Synthèse

Thème	Points clés	Auteur / Référence
Circuit des prélèvements	Objectifs : rapidité, fiabilité, conditions de transport (température, obscurité). Contraintes : distance, stabilité analytes.	—
Phase pré-analytique	Étapes : validation, prélèvement, conservation, transport. Représente 60% des erreurs. Impact : faux positifs/négatifs.	Perroux (croissance), Lippi et Plebani (erreurs pré-analytique)
Prélèvement sanguin	Techniques : ponction au pli du coude, ordre des tubes, vérification identité, temps de garrot.	—
Anticoagulants tubes	EDTA, citrate, héparine : rôles, précautions d’utilisation, compatibilité avec analyses.	—
Conservation et transport	Conditions : température, obscurité, délai. Importance de la traçabilité.	—
Qualité et accréditation	Normes ISO 15189, contrôle qualité, traçabilité, formation du personnel.	ISO 15189

⚠️ Pièges & Confusions Fréquentes

1. Confondre prélèvement et plasma : le prélèvement est l’acte, le plasma est le produit après coagulation ou anticoagulation.
2. Omettre la vérification d’identité du patient, entraînant des erreurs d’échantillonnage.
3. Respecter un ordre incorrect de prélèvement des tubes, pouvant fausser certains résultats (ex : EDTA avant vert).
4. Dépasser le temps de garrot d’1 minute, provoquant hémolyse et modifications analytiques.
5. Utiliser un anticoagulant inapproprié pour certains tests (ex : sérum sans anticoagulant).
6. Négliger la désinfection du site pour prélèvements microbiologiques, augmentant le risque de contamination.
7. Ignorer la stabilité des analytes lors du transport, compromettant la fiabilité des résultats.
8. Ne pas respecter les délais d’acheminement pour examens urgents (ex : ionogramme en 1h).
9. Confondre les rôles de la phase pré-analytique et analytique, sous-estimant leur importance respective.
10. Omettre la traçabilité et la documentation du prélèvement, compromettant la conformité réglementaire.

✅ Checklist Examen

1. Connaître la définition et les objectifs du circuit des prélèvements (Régnier, 2010).
2. Identifier les contraintes logistiques du transport en biologie médicale (Lippi et Plebani, 2012).
3. Maîtriser les délais spécifiques pour chaque examen critique (ex : ionogramme en 1h, recherche de paludisme en 2h).
4. Connaître les étapes de la phase pré-analytique et leur impact sur la fiabilité des résultats (Perroux, 1970).
5. Savoir différencier prélèvement, conservation, et préparation de l’échantillon (Lippi et Plebani, 2012).
6. Connaître les liquides biologiques concernés et leurs particularités (sérum, plasma, urines, liquide céphalo-rachidien).
7. Maîtriser les techniques de prélèvement sanguin : ponction, ordre des tubes, vérification d’identité (ISO 15189).
8. Connaître les anticoagulants utilisés : EDTA, citrate, héparine, et leurs indications (ISO 15189).
9. Savoir respecter le temps de garrot et les précautions pour prélèvements microbiologiques (Lippi et Plebani, 2012).
10. Connaître les bonnes pratiques pour la conservation et le transport des échantillons (ISO 15189).
11. Comprendre l’importance de la traçabilité et du contrôle qualité dans le circuit (ISO 15189).
12. Vérifier la maîtrise des erreurs fréquentes en prélèvement sanguin et leur prévention.