Hoja de repaso: Structure et Fonction des Protéines

📋 Plan du Cours

1. Rôles des protéines dans le vivant
2. Configuration des liaisons peptidiques cis et trans
3. Liaison isopeptidique et exemples
4. Hydrolyse acide et basique de la liaison peptidique
5. Structure secondaire hélice alpha et polarité
6. Structure secondaire feuillet beta parallèle et antiparallèle
7. Boucles et tours de la structure secondaire
8. Liaisons ioniques et ponts salins en structure tertiaire
9. Interactions covalentes ponts disulfures en structure tertiaire
10. Effet hydrophobe et solvatation en structure tertiaire
11. Dosage des protéines par absorbance et Beer-Lambert
12. Dosage indirect Bradford et étalonnage BSA

📖 1. Rôles des protéines dans le vivant

🔑 Notions clés & Définitions

• Protéines : Biomolécules universelles du vivant, très abondantes et capables d’assurer une grande diversité de fonctions cellulaires.
• Cytosquelette : Ensemble de structures protéiques qui créent et maintiennent la forme et l’organisation interne des cellules.
• Enzymes : Protéines qui accélèrent les réactions chimiques du vivant en abaissant la barrière énergétique.
• Immunoglobulines : Protéines du système immunitaire qui reconnaissent des antigènes et participent à la défense de l’organisme.
• Récepteurs : Protéines qui se lient à des ligands pour déclencher des réponses cellulaires.

📝 Points essentiels

• Les protéines sont présentes dans tous les organismes et constituent le premier constituant cellulaire après l’eau, en quantité supérieure aux glucides.
• Les protéines assurent des fonctions à la fois structurales (bâtir/maintenir) et dynamiques (catalyser, reconnaître, transporter, signaler, bouger).
• Les protéines du cytosquelette participent à la création et au maintien de la structure cellulaire.
• Les enzymes catalysent l’essentiel des réactions chimiques du vivant.
• Les immunoglobulines interviennent dans la reconnaissance et la défense contre des éléments étrangers.
• Les transporteurs acheminent des petites molécules, dont l’oxygène, à travers l’organisme ou les compartiments cellulaires.

💡 Astuce mémo

Fonctions en chaîne : Structure (cytosquelette) → Réactions (enzymes) → Défense (immunoglobulines) → Transport (transporteurs) → Signal (récepteurs) → Mouvement (protéines motrices).

📖 2. Configuration des liaisons peptidiques cis et trans

🔑 Notions clés & Définitions

• Liaison peptidique : Liaison covalente entre le carbone carbonyle et l’azote amide, reliant deux acides aminés successifs et formant un motif plan et rigide.
• Configuration cis : Disposition géométrique de la liaison peptidique où les substituants des carbones α sont orientés de façon à augmenter l’encombrement stérique.
• Configuration trans : Disposition géométrique de la liaison peptidique où les substituants des carbones α sont orientés pour minimiser l’encombrement stérique.
• Proline : Acide aminé cyclique dont la structure impose des contraintes sur les angles autour de la liaison peptidique.
• Glycine : Acide aminé dépourvu de chaîne latérale, offrant une grande liberté conformationnelle autour de la liaison peptidique.

📝 Points essentiels

• La liaison peptidique ne peut pas subir de rotation libre, ce qui rend la géométrie globalement figée.
• La liaison peptidique est polaire et présente un caractère de double liaison partiel, ce qui raccourcit la distance C=N et allonge la distance C–N par rapport à une liaison simple classique.
• Ordres de grandeur des distances : C=N < C–N peptidique < C–N classique, avec environ 1,27 Å (C=N), 1,32 Å (peptidique) et 1,46 Å (classique).
• La rigidité de la liaison peptidique conduit à un squelette défini et stable, avec une structure rigide et plane où les 4 atomes C, H, O et N sont dans un même plan.
• La configuration cis est défavorisée par l’encombrement stérique entre les chaînes latérales portées par les deux carbones α, alors que la configuration trans est plus étirée.
• La très large majorité des liaisons peptidiques adoptent la configuration trans plutôt que cis en raison de l’encombrement stérique réduit.

💡 Astuce mémo

Trans = plus d’espace (encombrement stérique minimisé) ; cis = coincé (substituants proches).

📖 3. Liaison isopeptidique et exemples

🔑 Notions clés & Définitions

• Liaison peptidique : Liaison covalente reliant deux acides aminés via le groupe carboxyle et le groupe amine, formant l’enchaînement du peptide.
• Hydrolyse acide : Traitement chimique qui rompt les liaisons peptidiques sous l’action d’un acide fort à température élevée.
• Hydrolyse basique : Traitement chimique qui rompt les liaisons peptidiques sous l’action d’une base forte à température élevée.
• Hydrolyse spécifique : Méthode de coupure qui clive les liaisons peptidiques uniquement à certains acides aminés, produisant des fragments interprétables.
• Méthode d’Edman : Procédé de séquençage de l’extrémité N-terminale par dégradation récurrente et identification du résidu libéré.

📝 Points essentiels

• La liaison peptidique est très stable et son hydrolyse spontanée est quasi nulle, donc elle doit être provoquée.
• Hydrolyse acide : polypeptide + HCl 6 M à 100–120 °C pendant 24 h pour hydrolyser les liaisons peptidiques.
• Hydrolyse basique : polypeptide + 6 M NaOH à 100 °C pendant 4–8 h pour hydrolyser les liaisons peptidiques.
• Hydrolyse acide totale : détruit moins d’acides aminés, ce qui en fait la méthode la plus utilisée.
• Hydrolyse acide totale : Gln → Glu (Glx) et Asn → Asp (Asx), avec dégradation du Trp.
• Hydrolyse basique : dégrade Arg, Cys, Ser et Thr, et entraîne désamination et racémisation pour d’autres résidus, d’où complémentarité des deux méthodes.

💡 Astuce mémo

Stabilité → il faut “casser” : acide (moins de pertes) vs base (plus de dégâts).

📖 4. Hydrolyse acide et basique de la liaison peptidique

🔑 Notions clés & Définitions

• Peptide cyclique : Un peptide cyclique est un peptide dont la liaison peptidique est rendue moins accessible, ce qui peut la rendre moins hydrolysable.
• Extrémité C-term bloquée : Une extrémité C-term bloquée correspond à un groupement chimique fixé sur le COOH terminal, empêchant l’hydrolyse de la liaison peptidique correspondante.
• Carboxypeptidase A : La carboxypeptidase A est une enzyme qui hydrolyse des liaisons peptidiques à partir de l’extrémité C-terminale en libérant l’acide aminé terminal.
• Carboxypeptidase B : La carboxypeptidase B est une enzyme qui hydrolyse uniquement les liaisons peptidiques à partir de l’extrémité C-terminale quand le dernier résidu est Arg ou Lys.
• Carboxypeptidases C et Y : Les carboxypeptidases C et Y sont des enzymes de type carboxypeptidase ayant des spécificités d’hydrolyse différentes de A et B.

📝 Points essentiels

• Les peptides cycliques peuvent rendre la liaison peptidique moins hydrolysable, donc moins facilement clivée.
• Une fonction COOH de l’extrémité C-term bloquée (amide ou ester de méthyle) inactive l’hydrolyse de la liaison peptidique correspondante.
• La carboxypeptidase A coupe du côté C-terminal et libère l’acide aminé terminal.
• La carboxypeptidase A ne coupe pas si le dernier résidu est Pro, Arg ou Lys.
• La carboxypeptidase A ne coupe pas si Pro est l’avant-dernier résidu (cas Pron-1).
• La carboxypeptidase B coupe du côté C-terminal uniquement si le dernier résidu est Arg ou Lys, libérant Arg ou Lys.

💡 Astuce mémo

A : coupe sauf Pro/Arg/Lys (et sauf Pro juste avant) ; B : ne coupe que si C-ter = Arg ou Lys.

📖 5. Structure secondaire hélice alpha et polarité

🔑 Notions clés & Définitions

• Hélice alpha : Structure secondaire en spirale où le squelette peptidique adopte une conformation régulière stabilisée par des liaisons hydrogène internes.
• Feuillet β : Structure secondaire formée de brins β alignés, stabilisée par des liaisons hydrogène entre groupements du squelette peptidique.
• Brin β : Segment de chaîne polypeptidique participant au feuillet β, dont les groupements NH et CO du squelette forment des liaisons hydrogène.
• Polarité des brins β : Orientation des interactions et de l’alignement N→C des brins β, déterminant deux arrangements possibles : parallèle ou antiparallèle.
• Boucles : Segments reliant des éléments de structure secondaire, le plus souvent exposés en surface et riches en résidus polaires.

📝 Points essentiels

• Un feuillet β est constitué de brins β reliés par des liaisons hydrogène entre NH et CO du squelette de la ou des chaînes principales.
• La conformation du feuillet β est stable et correspond à une extension complète de la chaîne principale.
• Un feuillet β contient en moyenne ~6 résidus par brin et l’espacement entre deux résidus adjacents d’un même brin est d’environ 3,5 Å.
• Un feuillet β comporte au minimum 2 brins et les chaînes latérales s’orientent alternativement au-dessus et en dessous du plan pour limiter l’encombrement.
• Les feuillets β sont dits « plissés » car la chaîne principale forme des crêtes et des creux.
• Les brins β peuvent être orientés N→C de deux façons : parallèle ou antiparallèle, ce qui change le motif des liaisons hydrogène.

💡 Astuce mémo

Parallèle = CO/NH « en décalage », Antiparallèle = CO/NH « parfaitement alignés » (plus stable).

📖 6. Structure secondaire feuillet beta parallèle et antiparallèle

🔑 Notions clés & Définitions

• Chaînes latérales polaires : Les chaînes latérales polaires ont tendance à se regrouper à l’extérieur de la protéine pour former des zones hydrophiles capables d’interagir avec l’eau.
• Chaînes latérales non polaires : Les chaînes latérales non polaires se localisent plutôt au cœur de la protéine pour former un noyau hydrophobe limitant les interactions avec l’eau.
• Effet hydrophobe : L’effet hydrophobe est l’ensemble des mécanismes qui font minimiser le contact des résidus hydrophobes avec les molécules d’eau lors du repliement.
• Solvatation : La solvatation est le phénomène physico-chimique observé quand la protéine se dissout dans l’eau, grâce aux interactions entre eau et acides aminés.

📝 Points essentiels

• Les résidus polaires favorisent des zones hydrophiles à l’extérieur, ce qui facilite leurs interactions avec l’eau.
• Les résidus non polaires favorisent un cœur hydrophobe compact, ce qui réduit les contacts avec l’eau.
• L’effet hydrophobe résulte de plusieurs contributions, dont l’organisation de la structure tertiaire et la minimisation du contact eau-résidus hydrophobes.
• La solvatation correspond aux interactions eau–acides aminés, notamment via les liaisons hydrogène impliquées dans l’eau et avec les AA chargés.
• Les résidus chargés sont particulièrement bien solvatés, ce qui renforce la dissolution des protéines dans l’eau.
• Les liaisons hydrogène entre molécules d’eau et entre eau et acides aminés participent directement à la solvatation et donc à la solubilité.

💡 Astuce mémo

Polar dehors (hydrophile) / Non-polaire dedans (hydrophobe) : l’eau “évite” le cœur.

📖 7. Boucles et tours de la structure secondaire

🔑 Notions clés & Définitions

• Solvatation : Phénomène physico-chimique observé lors de la dissolution d’une protéine dans l’eau, lié aux interactions entre l’eau et les acides aminés.
• Hydrophilicité : Propriété d’un acide aminé à interagir favorablement avec l’eau, favorisant sa solvatation et la solubilité globale.
• Hydrophobicité : Propriété d’un acide aminé à interagir défavorablement avec l’eau, ce qui tend à réduire la solubilité et à favoriser des regroupements.
• Salting in : Augmentation de la solubilité des protéines quand la concentration en sels augmente modérément, en particulier via l’effet sur la solvatation et les interactions.
• Salting out : Diminution de la solubilité des protéines quand la concentration en sels devient trop élevée, menant à une agrégation.

📝 Points essentiels

• La solubilité dépend de la balance entre interactions favorables eau–zones hydrophiles et interactions défavorables eau–zones hydrophobes.
• Les protéines solubles dans l’eau (ex. cytosol, sang) sont stabilisées par la solvatation des acides aminés chargés via des interactions avec l’eau.
• La myoglobine forme une coquille d’hydratation d’environ 5 Å constituée de 1911 molécules d’eau.
• La solubilité peut être modifiée par la concentration en NaCl : elle augmente légèrement à concentration modérée (salting in).
• À concentration de sels faible, les interactions ioniques entre acides aminés chargés favorisent l’agrégation protéique et diminuent la solubilité.
• À concentration de sels légèrement plus élevée, les acides aminés chargés interagissent avec les sels, ce qui sépare les protéines et réduit la quantité d’eau nécessaire à la solvatation, augmentant la solubilité (salter

📖 8. Liaisons ioniques et ponts salins en structure tertiaire

🔑 Notions clés & Définitions

• Ponts salins : Interactions électrostatiques entre des chaînes latérales de charges opposées, stabilisant le repliement tertiaire.
• Liaisons ioniques : Interactions coulombiennes entre groupes chargés, contribuant à la stabilité des structures protéiques.
• Structure tertiaire : Organisation tridimensionnelle d’une chaîne polypeptidique, incluant l’agencement des interactions entre résidus.
• Électrophorèse native : Séparation des protéines en conditions non dénaturantes, où la structure et les charges restent globalement conservées.
• SDS-PAGE : Électrophorèse dénaturante utilisant le SDS et des conditions réductrices pour séparer les protéines surtout selon leur masse.

📝 Points essentiels

• Les ponts salins relient des résidus de charges opposées et participent à la stabilité de la structure tertiaire.
• Les liaisons ioniques sont sensibles à l’environnement ionique et au pH, ce qui peut modifier la stabilité des interactions chargées.
• En électrophorèse native, la migration dépend des propriétés globales conservées (charge/forme), donc les interactions non covalentes peuvent influencer la séparation.
• En SDS-PAGE, le SDS confère une charge négative et dénature les protéines, ce qui rend la séparation principalement liée à la masse moléculaire.
• En SDS-PAGE, les conditions réductrices (β-mercaptoéthanol ou DTT) réduisent les ponts disulfure, ce qui change la conformation et donc la migration.
• La distance de migration en SDS-PAGE est reliée à la masse moléculaire via une relation linéaire en log(MM), établie avec des standards.

💡 Astuce mémo

Pont salin = + contre − : comme un aimant, mais le SDS “débranche” l’aimant et force la séparation par la masse.

📖 9. Interactions covalentes ponts disulfures en structure tertiaire

🔑 Notions clés & Définitions

• Pont disulfure : Liaison covalente entre deux résidus cystéine, formant un lien stabilisateur au sein de la structure tertiaire.
• Structure tertiaire : Organisation tridimensionnelle globale d’une protéine, issue du repliement et stabilisée notamment par des liaisons covalentes comme les ponts disulfures.
• Cystéine : Acide aminé dont la chaîne latérale peut former des ponts disulfures via son groupe soufré.
• SDS-PAGE : Technique de séparation des protéines selon leur masse moléculaire après dénaturation et migration dans un gel.
• Log masse moléculaire : Variable utilisée pour relier la distance (ou le volume) de migration à la masse des protéines dans certaines méthodes de séparation.

📝 Points essentiels

• Un pont disulfure relie deux cystéines et contribue à la stabilité du repliement tertiaire par une liaison covalente.
• La formation de ponts disulfures dépend de la présence de cystéines capables de s’oxyder et de s’apparier au bon moment du repliement.
• En SDS-PAGE, la migration est reliée à la masse moléculaire via une relation proportionnelle au log(MM), établie à partir de standards.
• La révélation des protéines se fait par coloration, notamment au bleu de Coomassie ou au nitrate d’argent, ce dernier étant plus sensible.
• Les standards de masses connues permettent d’obtenir une droite d’étalonnage log(MM)=f(distance) pour calculer la MM d’une protéine inconnue.
• En chromatographie d’exclusion stérique, le volume d’élution $V_e$ est proportionnel au log de la masse moléculaire dans le domaine de linéarité.

💡 Astuce mémo

Cys—Cys = S–S : deux cystéines s’attachent en covalent pour “verrouiller” le repli tertiaire.

📖 10. Effet hydrophobe et solvatation en structure tertiaire

🔑 Notions clés & Définitions

• Solvatation : Processus par lequel les molécules du solvant s’organisent autour d’une molécule pour stabiliser ses interactions.
• Effet hydrophobe : Phénomène thermodynamique qui favorise l’agrégation des zones non polaires dans l’eau afin de réduire leur contact avec le solvant.
• Structure tertiaire : Organisation tridimensionnelle d’une protéine due au repliement de la chaîne et à l’ensemble des interactions entre résidus.
• Chromatographie d’exclusion : Technique de séparation où la taille des molécules détermine leur accès aux pores de la phase stationnaire.
• Volume d’élution : Grandeur mesurée en chromatographie qui correspond au volume de sortie de la molécule détectée.

📝 Points essentiels

• Les interactions hydrophobes contribuent au repliement tertiaire en stabilisant l’enfouissement des résidus non polaires.
• La solvatation stabilise les résidus polaires en eau grâce à des interactions avec le solvant.
• En chromatographie d’exclusion, la phase stationnaire contient des billes poreuses qui ralentissent davantage les petites protéines que les grandes.
• Le volume d’élution $V_e$ est proportionnel au logarithme de la masse moléculaire dans le domaine de linéarité.
• Le volume mort $V_0$ correspond au liquide exclu des billes de polymère, tandis que $V_t$ est le volume total de la colonne.
• Le volume d’élution limite d’exclusion correspond aux molécules qui ne pénètrent pas dans les pores et sortent au voisinage de $V_0$.

💡 Astuce mémo

Hydrophobe = “eau qui repousse” : les zones non polaires se cachent pour limiter le contact avec l’eau.

📖 11. Dosage des protéines par absorbance et Beer-Lambert

🔑 Notions clés & Définitions

• Absorbance : Grandeur optique mesurant l’atténuation d’un faisceau lumineux après passage dans une solution.
• Loi de Beer-Lambert : Relation reliant l’absorbance à la concentration du soluté, à la longueur de trajet et aux propriétés d’absorption.
• Courbe d’étalonnage : Ensemble de points reliant l’absorbance mesurée à des concentrations connues pour déduire une concentration inconnue.
• Longueur de trajet : Distance parcourue par la lumière dans la cuve, qui intervient dans la relation absorbance–concentration.
• Coefficient d’extinction : Paramètre d’absorption propre au soluté et à la longueur d’onde, utilisé dans la loi de Beer-Lambert.

📝 Points essentiels

• L’absorbance $A$ augmente quand la concentration en protéines augmente, à longueur de cuve et longueur d’onde constantes.
• La loi de Beer-Lambert relie $A$ à la concentration $c$ et à la longueur de trajet $l$ via un coefficient d’extinction (ou absorptivité).
• Pour doser une protéine par absorbance, on mesure $A$ à une longueur d’onde choisie puis on convertit en $c$ avec la relation ou une courbe d’étalonnage.
• Une courbe d’étalonnage utilise des standards de concentration connue pour contourner les écarts expérimentaux à la linéarité.
• La longueur de trajet $l$ (épaisseur de la cuve) doit être connue et identique entre étalonnage et échantillons pour que la conversion soit correcte.
• Le coefficient d’extinction dépend de la longueur d’onde : changer la longueur d’onde change la sensibilité du dosage.

💡 Astuce mémo

Beer-Lambert = Concentration × Trajet × Absorption : plus il y a de protéines et plus la lumière traverse, plus l’absorbance monte.

📖 12. Dosage indirect Bradford et étalonnage BSA

🔑 Notions clés & Définitions

• Dosage Bradford : Méthode colorimétrique qui relie l’intensité de la couleur à la quantité de protéines présentes dans l’échantillon.
• Dosage indirect : Variante du Bradford où la protéine est quantifiée via un signal mesuré après une étape de préparation/interaction plutôt que directement sur l’échantillon brut.
• Étalonnage BSA : Procédure d’étalonnage utilisant la BSA comme standard pour construire la relation entre signal et concentration protéique.
• BSA : Protéine standard de référence utilisée pour calibrer les dosages protéiques et convertir un signal en concentration.

📝 Points essentiels

• Le Bradford s’appuie sur une réponse colorimétrique proportionnelle à la quantité de protéines, permettant une quantification à partir d’une courbe d’étalonnage.
• L’étalonnage BSA consiste à mesurer le signal pour plusieurs concentrations connues de BSA afin d’obtenir une fonction (souvent linéaire sur une plage) reliant signal et concentration.
• En dosage indirect, la préparation de l’échantillon conditionne le signal mesuré, donc l’étalonnage doit reproduire au mieux les mêmes conditions expérimentales.
• La conversion d’un signal inconnu en concentration se fait en reportant la valeur mesurée sur la courbe d’étalonnage obtenue avec la BSA.
• La précision dépend de la gamme de concentrations testée et de la reproductibilité des mesures (mêmes volumes, mêmes temps d’incubation, mêmes conditions de lecture).

💡 Astuce mémo

Bradford = Couleur ↔ Protéines ; BSA = Étalon pour transformer la Couleur en Concentration.

📊 Tableaux de synthèse

Hydrolyse acide vs basique (liaisons peptidiques)

Méthode	Conditions (source)	Effets sur AA
Hydrolyse acide	HCl 6 M à 100–120 °C pendant 24 h	Gln → Glu (Glx) ; Asn → Asp (Asx) ; dégradation du Trp
Hydrolyse basique	6 M NaOH à 100 °C pendant 4–8 h	Dégrade Arg, Cys, Ser, Thr ; désamination et racémisation pour d’autres résidus

Carboxypeptidases A vs B (analyse C-terminale)

Enzyme	Spécificité de coupure (source)	Cas où ça ne coupe pas
Carboxypeptidase A	Hydrolyse côté C-terminal et libère l’acide aminé terminal ; coupe sauf Pro, Arg, Lys (si Pron, Argn ou Lysn)	Ne coupe pas si Pro est l’avant-dernier (Pron-1)
Carboxypeptidase B	Hydrolyse côté C-terminal uniquement si le dernier résidu est Arg ou Lys ; libère Arg ou Lys	Pas de coupure pour tout autre AA en C-term ; ne coupe pas si Pro est l’avant-dernier (Pron-1)

⚠️ Pièges & confusions fréquents

1. Confondre la liaison peptidique (amide, plan rigide, pas de rotation libre) avec une liaison simple : la géométrie est figée et polaire.
2. Inverser cis/trans : cis est défavorisée par l’encombrement stérique entre chaînes latérales des carbones α, alors que trans est majoritaire.
3. Oublier que l’hydrolyse peptidique doit être provoquée : la liaison peptidique est très stable et son hydrolyse spontanée est quasi nulle.
4. Croire que l’hydrolyse acide et basique donnent les mêmes AA : l’acide transforme Gln→Glu et Asn→Asp (Glx/Asx) et dégrade Trp, la base dégrade Arg/Cys/Ser/Thr et peut désaminer/racémiser.
5. Se tromper sur la carboxypeptidase A : elle ne coupe pas si le dernier résidu est Pro/Arg/Lys, et aussi si Pro est l’avant-dernier (Pron-1).
6. Se tromper sur la carboxypeptidase B : elle ne coupe que si le dernier résidu est Arg ou Lys (et pas si Pro est l’avant-dernier).
7. Confondre électrophorèse native et SDS-PAGE : native sépare selon charge/forme conservées, SDS-PAGE dénature et rend la séparation principalement liée à la masse (log(MM) vs distance).

✅ Checklist Examen

1. Savoir définir protéines, cytosquelette, enzymes, immunoglobulines, récepteurs et transporteurs, et associer chaque fonction à l’exemple du cours.
2. Savoir décrire la liaison peptidique : type amide, stabilisation par mésomérie, caractère polaire, double liaison partielle et distances d’ordres de grandeur.
3. Savoir expliquer pourquoi la liaison peptidique ne tourne pas librement et pourquoi le squelette est plan et rigide (C, H, O, N dans un même plan).
4. Savoir comparer cis vs trans pour les liaisons peptidiques : encombrement stérique, majorité trans, et rôle de Pro et Gly sur les contraintes conformationnelles.
5. Savoir définir la liaison isopeptidique (peptidoïque) et donner l’exemple Gly–Lys (groupements carboxyle et amine de chaînes latérales).
6. Savoir distinguer peptide vs polypeptide vs protéine selon le nombre d’acides aminés (<10 oligopeptide, <50 peptide, >50 protéine) et citer les classes structurales (linéaire/ramifiée/cyclique).
7. Savoir décrire la stratégie de détermination de la structure primaire : hydrolyse (acide ou basique), séparation/quantification des AA, et reconstruction par coupures spécifiques.
8. Savoir donner les conditions exactes d’hydrolyse acide et basique (HCl 6 M 100–120 °C 24 h ; NaOH 6 M 100 °C 4–8 h) et les transformations/dégradations d’AA associées.
9. Savoir citer les coupures enzymatiques spécifiques : trypsine (côté C-terminal Lys/Arg sauf si Pro en n+1), chymotrypsine (Phe/Tyr/Trp sauf si Pro en n+1), V8 (côté C-terminal Glu parfois Asp), papaïne (côté C-terminal).
10. Savoir décrire l’analyse N-terminale (méthode d’Edman) et l’absence d’équivalent pour le C-terminal, puis expliquer l’analyse C-terminale par carboxypeptidases A et B avec leurs règles de coupure.
11. Savoir caractériser la structure secondaire : hélice α (i et i+4, 3,6 résidus/tour, liaisons H répétitives, polarité, chaînes latérales vers l’extérieur) et feuillet β (brins, ~6 résidus, 3,5 Å, parallèle vs antiparallé,
12. Savoir relier structure tertiaire et interactions : liaisons hydrogène entre chaînes latérales, liaisons ioniques/ponts salins à pH 7, ponts disulfures (formation/rupture par réducteurs), et effet hydrophobe (polarité :
13. Savoir expliquer solubilité et dénaturation : solvatation, hydrophilicité/hydrophobicité, salting in vs salting out avec l’idée des concentrations en sels, et dénaturation sans rupture des liaisons peptidiques (urée/SDS
14. Savoir maîtriser les méthodes d’analyse/dosage : Beer-Lambert (A=ε·l·C), Bradford (595 nm, gamme 2–1000 µg/mL, BSA étalon), et SDS-PAGE (SDS charge négative, réduction ponts S-S, migration liée à log(MM)).